Esterilización

Eliminación total de microorganismos y sus esporas por métodos físicos y/o químicos.

Desinfección

Cuando solo eliminamos patógenos.

Métodos de Esterilización Física

1. Esterilización por Radiación

Uso de determinadas radiaciones electromagnéticas.

a) Luz Ultravioleta (UV)

• λ=[10–400nm]
• Provoca mutaciones letales en el ADN de los microorganismos.
• Se utiliza para esterilizar superficies.

b) Radiación Ionizante

• Arranca e-
• Ionizan las cadenas de ADN -> Letal para los microorganismos
• Poco utilizada para esterilizar.

2. Esterilización por Temperatura

3. Esterilización por Calor Seco

-> Esterilización con Llama

• Cuando trabajamos con cultivos bacterianos con el asa de Kolle -> Flambearla antes y después de utilizarla.
• Para el asa de Digralsky: se moja en etanol y se flambea.

Esterilización por Aire Caliente

• Uso de hornos (Horno de Pasteur).
• Esteriliza material de vidrio o de plástico.
• 160 °C durante 2 horas.
• Menos efectivo que el calor húmedo.

-> Pasteurización

• Utiliza temperaturas menores a 100 °C -> 70 – 80 °C durante 1 o 2 horas.
• Esteriliza medios de cultivo termosensibles.
• También cuando sabemos que no hay esporas en el cultivo.

4. Esterilización por Calor Húmedo

• 121 °C durante 15 minutos.
• Se utiliza el autoclave.

5. Congelación

No se considera un buen método de esterilización –> Reduce considerablemente el número de UFCs.

6. Esterilización Mecánica (Filtración)

Elimina microorganismos de muestras líquidas a esterilizar

Partes del Microscopio

1. Lentes oculares: Son las lentes más cercanas a nuestros ojos.
2. Cabezal: Permite adaptar las lentes oculares a la distancia de nuestros ojos.
3. Lentes objetivo: Permite observar la muestra con menor o mayor número de aumentos.
4. Brazo: Sostiene los elementos ópticos del microscopio.
5. Macro: Permite acercar el foco a la muestra.
6. Micro: Permite hacer más nítida la imagen enfocada de la muestra.
7. Plataforma: Permite sostener la muestra a observar.
8. Iluminación: Aplica la luz suficiente para observar la muestra.
9. Base: Da estabilidad a la estructura del microscopio

Resolución de las Lentes Objetivo

– Distancia mínima entre dos puntos para poder distinguirlos

Cultivo Celular

– Crecimiento artificial de un tipo de célula eucariota con interés por la sociedad.

– La célula conserva sus propiedades in vivo bajo condiciones controladas in vitro.

Ventajas

• Buen control del medio extracelular: pH, Ta, humedad, presión osmótica, O2, CO2, etc.
• Homogeneidad de la muestra: permite fácilmente obtener un cultivo de células idénticas.
• Disminución del coste: se utilizan cantidades muy pequeñas de reactivos.
• Reducción del número de ensayos in vivo: evita el sacrificio excesivo de animales de laboratorio.

Inconvenientes

• Son muy sensibles: su crecimiento es lento, depende de muchos factores y fácilmente contaminables.
• Límite de producción: menor a 10 g de células por cultivo celular.
• Inestabilidad: muchas líneas celulares son inestables por ser aneuploides

Tipos de Cultivos Celulares

● Cultivo Primario

• Generado a partir de un tejido u órgano.
• El cultivo conserva sus propiedades durante un período limitante de tiempo.
• Las células no se pueden dividir.
• Ejemplo: cultivo de células neuronales.

● Línea Primaria

• Generada a partir de un tejido u órgano.
• Sus células conservan sus propiedades durante un periodo limitado de tiempo.
• Se pueden dividir.
• Ejemplo: cultivo de fibroblastos dérmicos

● Línea Celular Continua

• Generada a partir de un tejido u órgano -> Generalmente, de un tumor
• Sus células conservan sus propiedades durante un periodo ilimitado de tiempo.
• Se consideran células “inmortales”.
• Ejemplo: cultivo de células HeLa

● Cultivos de Órganos

– Se conserva la organización celular in vivo del tejido total o parcial.

● Cultivos de Tejidos

– Se trata de fragmentos de tejidos adheridos a una superficie.

● Cultivos Celulares

– Implica una disgregación celular del tejido -> Por acción enzimática y/o mecánica

– Genera una gran masa celular durante diversas generaciones.

– La disgregación celular se puede cultivar de dos formas: suspensión celular y monocapa adherida.

● Cultivo en Monocapa

• Las células se adhieren al sustrato de los recipientes donde se desarrollan.
• Se utilizan líneas celulares dependientes de sustrato.
• Son células que no comienzan a proliferar hasta que no están ancladas al sustrato.
• La mayoría de los cultivos celulares se desarrollan mediante esta técnica.
• Ejemplo: fibroblastos.

● Cultivo en Suspensión

• Las células se desarrollan en todo el volumen del medio de cultivo.
• Ejemplo: células tumorales.

Ciclo Lítico

1. Fijación o adsorción a la célula huésped -> Reconocimiento del glicocálix
2. Fase de penetración -> Acción enzimática
3. Fase de eclipse -> El virus no es observable con el microscopio electrónico (ME) Fase más activa del metabolismo vírico -> Fase de replicación del virus
4. Acoplamiento de los nuevos virus.
5. Lisis de la célula huésped y liberación de los nuevos virus.

Ciclo Lisogénico

– Fase del virus menos probable. – Se da cuando el material genético del virus se incorpora al genoma del huésped. – La célula huésped no muere. – El material genético del virus queda atenuado -> Se transmite a sus futuras generaciones – El virus se vuelve a activar en una futura generación celular al azar.