Anticoagulantes en la Obtención de Muestras Sanguíneas

Los anticoagulantes son sustancias que previenen la formación de coágulos en la sangre. Se utilizan en la extracción de muestras sanguíneas para diferentes análisis de laboratorio. A continuación, se describen los anticoagulantes más comunes:

1. Heparina

Puede ser de sodio o de litio. Es una sustancia natural, formada por el ácido D-glucurónico más la N-acetil-D-glucosamina. Su acción natural es ser cofactor de la antitrombina III, que inhibe la trombina, una enzima de la coagulación. Se utiliza en tubos de tapón verde. Se emplea para estudios bioquímicos en plasma, habitualmente en laboratorios de urgencias.

2. EDTA-triK

Sal tripotásica del ácido etilendiaminotetraacético. Este producto químico tiene la interesante propiedad de unirse a los iones metálicos por seis lugares distintos, formando unas moléculas llamadas quelatos que son indisociables. Es un potente anticoagulante usado para la sangre en la que se analizan las células, como el estudio cualitativo y cuantitativo de glóbulos rojos, blancos y plaquetas, así como la fórmula leucocitaria. Se usa en tubos de tapón color lavanda.

3. Citrato Sódico

Es la sal sódica del ácido cítrico, un ácido orgánico de seis carbonos. Es un anticoagulante reversible, que precipita el calcio, y se emplea en los tubos en los que se hacen pruebas de coagulación. Son los tubos de tapón azul, para las pruebas de tiempo de protrombina y tiempo de tromboplastina parcial activada. Se emplea al 3,8%.

4. Oxalato

Molécula sencilla de dos carbonos, habitualmente en forma de oxalato de sodio. Tiene el inconveniente de alterar la forma de los eritrocitos. Es un anticoagulante empleado para las muestras de sangre en las que se va a analizar glucosa y lactato.

5. Fluoruros

Son conservantes que inhiben la glucólisis. Se usan combinados con el oxalato, en el mismo tubo.

Tipos de Muestras de Heces

Análisis Coproparasitario

La cantidad de muestra de heces necesaria es de unos 50 gramos. Puede conservarse en el frigorífico a 4ºC hasta unas 8 horas, y ser enviada posteriormente al laboratorio. Las tres muestras se envían en el día que se han emitido, no guardándose para enviarlas todas a la vez. Es muy importante tener en cuenta las siguientes observaciones:

• Hay que decir al enfermo que evite contaminar las muestras con orina.
• Si las heces son diarreicas, se recogen 20 mL con jeringuilla, de la bacinilla u orinal, y se colocan en el bote estéril para recogida de muestras.

Análisis con Espátula Adhesiva

La muestra se toma cuando el paciente (el niño) se despierta. Sin previa higiene del margen anal, se saca la espátula del recipiente que la contiene y se aplica 2 o 3 veces la zona engomada de la cinta alrededor del ano. Se guarda en el recipiente y se conserva refrigerada a 4ºC. Se realiza la misma operación durante 3 mañanas consecutivas. El tercer día, se envía lo antes posible al laboratorio.

Observaciones: No sirven espátulas contaminadas con heces, dado que no se puede realizar la lectura microscópica.

Valores Normales en Gasometría Arterial

• pH: 7,35 a 7,45
• PO2: 90 a 100 mm Hg
• PCO2: 35 a 45 mm Hg
• CO2 total: 20 a 35 mmoles/L
• Bicarbonatos: 22 a 26 mmoles/L
• Saturación de O2: 95 a 100%

Biopsia con Aguja Gruesa (BAG)

La biopsia con aguja gruesa o BAG, llamada también microbiopsia, consiste en obtener una muestra para análisis histológico, mediante el uso de una aguja de un calibre variable, mayor que el de las agujas utilizadas en la PAAF. La biopsia BAG también se denomina tru-cut o core-biopsia.

Biopsia BAG de Hígado

Indicaciones:

• Ictericia, es decir, color amarillo de piel y mucosas.
• Hepatomegalia.
• Datos anormales en el perfil hepático, sobre todo transaminasas aumentadas.
• Hepatitis crónica.

Procedimiento:

1. Se desinfecta la zona de punción, y se introduce anestesia con la jeringa y la aguja intramuscular.
2. Cuando la anestesia hace ya efecto, se realiza una incisión de unos 6 mm con el bisturí.
3. Se introduce la aguja tru-cut por la incisión, hasta llegar al centro de la lesión, guiándose por la ecografía.
4. En ese momento se activa el mecanismo de corte y se escucha un “clic”.
5. En general, se realizan varios cortes que producen pequeños cilindros de muestras para analizar.

El procedimiento no dura más de 20 minutos. Tras la extracción de la aguja, el enfermo permanece en reposo varias horas y se vigilan las constantes para verificar que no hay hemorragia interna ni otras alteraciones. Las muestras se colocan en los recipientes con formol y se envían al laboratorio de Anatomía Patológica.

Obtención de Líquido Cefalorraquídeo (LCR)

El LCR suele obtenerse mediante la punción lumbar entre la tercera y cuarta vértebra lumbar. En esa zona no hay riesgo de puncionar la médula espinal, que termina a nivel de la primera o segunda vértebra lumbar.

Indicaciones:

• Meningitis por bacterias, virus, hongos o parásitos.
• Traumatismos craneales.
• Leucemias y linfomas.
• Metástasis.
• Esclerosis múltiple.

Material:

• Pomada desinfectante para la piel.
• Paño estéril, guantes estériles.
• Novocaína al 0,5 o 10%, aguja y jeringuilla.
• Dos agujas de punción lumbar, de pequeño calibre (20 a 22 gauge); son específicas para este tipo de punción y llevan un estilete incorporado para evitar la obturación de la aguja con tejidos rotos.
• Tres tubos de ensayo para la muestra, estériles y con tapón de rosca.
• Manómetro.

Procedimiento:

1. Con el paciente sentado en una silla, solicitarle que arquee la espalda todo lo que pueda. También se le puede colocar tumbado de costado en posición fetal (encorvado sobre sí mismo).
2. Desinfectar la piel entre las dos crestas ilíacas.
3. Seleccionar el espacio intervertebral para hacer la punción.
4. El médico introduce la aguja.
5. Retirar el estilete.
6. Cuando el fluido empieza a gotear desde la aguja, podemos pensar que la posición de la aguja en el espacio subaracnoideo es correcta.
7. En este momento, medir la presión del LCR para comprobar que es correcta. Si la presión es alta, el líquido se recoge muy despacio y en muy pequeña cantidad.
8. Recoger el líquido que gotea, si es posible más de un mililitro, en los tubos estériles de tapón de rosca.

La muestra de líquido cefalorraquídeo debe ser enviada en mano inmediatamente al laboratorio, sin refrigerar, y se considera siempre una muestra urgente.

Distribución de la muestra:

• Tubo 1: Se utiliza para las pruebas bioquímicas.
• Tubo 2: Normalmente se destina para el laboratorio de microbiología.
• Tubo 3: Se usa para el recuento celular, porque probablemente es el que contiene menos células.

Fijación y Conservación de Células y Tejidos

La conservación de células y tejidos para el laboratorio de Anatomía Patológica y Citopatología se denomina fijación.

Métodos de Fijación y Conservación

• Colocación inmediata de la muestra en formol, en el mismo quirófano o sala de biopsias. El formol que se utiliza está habitualmente al 10%, en proporción de 1 volumen de tejido por 10 de formol.
• Envío directo al laboratorio de Anatomía Patológica envuelta en una gasa estéril con suero fisiológico, en el caso de las biopsias intraoperatorias, para ser allí procesada en el criotomo. El criotomo la congela inmediatamente sin pasar por la fijación, y realiza los cortes del tejido congelado para el montaje en portaobjetos y tinción.
• Si se trata de células obtenidas por punción y aspiración, lo más habitual es que se realice una extensión en la misma sala de extracción de la muestra, sobre varios portaobjetos. Inmediatamente se fija con un espray fijador de alcohol.
• Si se trata de células obtenidas por punción, pueden conservarse en un medio de cultivo líquido para células como RPMI durante dos días, a 4ºC, antes de ser trasfundidas de nuevo al paciente tras su tratamiento.
• Hay métodos como Thin Prep®, que propone un líquido conservante para las muestras de biopsia- aspiración, que al mismo tiempo destruye los glóbulos rojos.

Conservantes Utilizados

Conservación de Muestras a Corto Plazo

• Formol
• Glutaraldehído
• Tetraóxido de osmio

Conservación a Largo Plazo

• Dimetilsulfóxido
• Glicerol al 15% en agua
• Hidroxietil-almidón (HES)
• PVP soluble
• Sacarosa
• Isopropanol
• Tarjeta de papel de filtro

Liofilización

La liofilización consiste en congelar el agua libre de las bacterias y después eliminarla mediante vacío, sin necesidad de subir la temperatura. Para el proceso se emplean los aparatos llamados liofilizadores. Una vez conseguida la liofilización, las bacterias pueden almacenarse a temperatura ambiente (entre 18 y 20ºC), hasta tres años.

Conservación en Nitrógeno Líquido

• Semen
• Ovocitos
• Embriones
• Tejidos y células

Conservación Mediante Congelación

• Tejidos normales o neoplásicos, almacenados para archivo o investigación

Conservación Mediante Refrigeración

La refrigeración es un mecanismo físico por el cual hacemos bajar la temperatura de los tejidos, células y muestras en general, logrando dos objetivos:

• Un retardo en el metabolismo.
• Una detención en la multiplicación de las bacterias, en el caso de las muestras microbiológicas.

Ejemplos de uso:

• Muestras biológicas en la fase preanalítica, hasta 6 u 8 horas.
• Muestras biológicas en la fase postanalítica, para comprobación de etiquetado. Hasta 24 o 48 horas.
• Medios de cultivo preparados y esterilizados. Hasta tres meses.
• Reactivos lábiles.
• Preparados del Banco de Sangre.